13 mayo, 2021

Guía básica de mantenimiento de colonias de mosquitos Anopheles

Por Sarah Delacour y Rosario Melero-Alcíbar

 

 

Condiciones ambientales del insectario

 

Insectario (cámara climatizada) que mantenga condiciones ambientales favorables de desarrollo de la especie:

  • Tª: 25±1º C
  • HR: 75 ± 5%
  • Fotoperiodo: 12/12 (luz/oscuridad)

 

Para iniciar una colonia podemos realizar capturas de ejemplares adultos salvajes con la ayuda de trampas de luz + CO2 o en lugares de reposo con aspiradores eléctricos. Lo ideal es capturar hembras que estén previamente alimentadas de manera natural, no obstante, si no lo están se les puede ofrecer una vez en el laboratorio, aunque se recomienda dejar que se aclimaten unas horas al nuevo ambiente.

 

Adultos

 

Jaulas BugDorm con malla mosquitera: varios modelos diferentes en el mercado:

 

 

Mantenimiento diario de machos y hembras: Fructosa (sacarosa) al 10%, introducido en un matraz Erlenmeyer pequeño en el cuál, se sumergirá un papel de filtro (tipo Whatman) que se empapará por capilaridad.

 

Alimentación con sangre: 2/3 veces por semana. Si se opta por el modelo animal habrá que recurrir a la sedación respetando las normativas del comité de ética: rata, ratón, cobaya, hámster, gallina,…;  rasurar parte ventral colocar encima de las jaulas con la parte rasurada pegando a la maya de la jaula,  durante un periodo de 2-3 horas. Valorar horario de hematofagia para ajustarlo al horario en la naturaleza; preferiblemente por la tarde (a partir de las 19H) y habiendo retirado el alimento azucarado al menos 6-8 horas previo a la ingesta sanguínea.

 

Es posible realizar una alimentación sanguínea artificial utilizando el sistema descrito en en Dias et al, 2018 y Gonzáles et al, 2016:

 

Fotografías tomadas de Dias et al, 2018 (alimentador de vidrio con calentamiento por agua caliente circulante) y Gonzáles et al, 2016 (sistema hemoteck, calentamiento eléctrico)

 

 

Aproximadamente 2 o 3 días tras la alimentación con sangre, se colocará en el interior de la jaula una placa de Petri con agua destilada (declorada y oxigenada), sobre la que se coloca y hunde un papel de filtro que permitirá la recolección de huevos.

 

Larvas

 

Contenedores de agua de 5 litros máximo, en donde se depositan el papel de filtro con huevos para que se produzca la eclosión.

 

Alimentación triturado de comida para peces (máximo 0.16 gr [+/- 0,1 -0.5 mg por larva), espolvoreado sobre la superficie del agua, sólo cuando haya larvas. Se irá aumentando la cantidad de alimento conforme aumente el tamaño larvario.

 

Según vayan emergiendo las larvas se redistribuyen con cuidado en otros contenedores con agua, con la ayuda de pipetas Pasteur de plástico. Máximo 100 larvas para evitar hacinamientos y posteriores comportamientos de canibalismo y/o competencia por los recursos.

 

Mantenimiento diario: Con el fin de evitar excesiva suciedad y microorganismos que puedan afectar al desarrollo de las larvas, los contenedores deben ser cambiados, lavados y aclarados a conciencia con regularidad para su posterior uso. Se puede utilizar inicialmente agua con jabón y alcohol de 70º para asegurar la destrucción de microorganismos. Dejar secar después.

 

Aproximadamente cada 2 o 3 días se realizará cambio de agua de las bandejas y se transferirán las larvas a las bandejas con agua limpia con la ayuda de una pipeta pasteur.

 

Se recomienda rotular cada contenedor de agua con la fecha en la que se añade el agua destilada y no mantener el contenedor con el mismo agua más de 3 días.

 

Pasados aproximadamente 10 días, se procederá a recoger las pupas con la ayuda de una pipeta pasteur, introduciéndolas en botes con agua y a su vez introduciendo estos últimos en jaulas de cría donde se producirá la emergencia de adultos. Al igual que en los apartados anteriores, se les proporcionará agua azucarada para su mantenimiento.

 

A continuación, se muestra un esquema tomado de Voordow et al, 2009, que representa el proceso descrito:

 

 

Bibliografía

 

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  • Dias, L, Bauzer, L, & Lima, J. Artificial blood feeding for Culicidae colony maintenance in laboratories: does the blood source condition matter?. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, 60, e45. 2018. Epub September 13, 2018. https://doi.org/10.1590/s1678-9946201860045

 

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